中华人民共和国国家标准
代替ＧＢ１７３７８．６—１９９８
２００７１０１８发布２００８０５０１实施
中华人民共和国国家质量监督检验检疫总局
中国国家标准化管理委员会发布
前 言
本部分的全部技术内容为强制性。
ＧＢ１７３７８《海洋监测规范》分为七个部分：
———第１部分：总则；
———第２部分：数据处理与分析质量控制；
———第３部分：样品采集、贮存与运输；
———第４部分：海水分析；
———第５部分：沉积物分析；
———第６部分：生物体分析；
———第７部分：近海污染生态调查和生物监测。
本部分为ＧＢ１７３７８的第６部分，代替ＧＢ１７３７８．６—１９９８《海洋监测规范 第６部分：生物体分析》。
本部分与ＧＢ１７３７８．６—１９９８相比主要变化如下：
———测定项目、方法及检出限调整为“资料性附录”（１９９８年版的第５章；本版的附录Ｂ）；
———增加了总汞的“原子荧光测定法”（见５．１）；
———取消了总汞的“双硫腙分光光度法”（１９９８年版的６．２）；
———增加了砷的“原子荧光测定法”（见１１．１）；
———修改了铜、铅和镉的无火焰原子吸收分光光度测定法，调整为“铜、铅和镉的连续测定法”（１９９８年版的７．１、８．１、９．１；本版的６．１、７．１、８．１）；
———取消了铜的“二乙基二硫代氨基甲酸钠分光光度法”（１９９８年版的７．４）；
———取消了铅的“双硫腙分光光度法”（１９９８年版的８．３）；
———取消了镉的“双硫腙分光光度法”（１９９８年版的９．３）；
———取消了锌的“双硫腙分光光度法”（１９９８年版的１０．３）；
———修改了石油烃的“荧光分光光度法”（１９９８年版的第１４章；本版的第１３章）；
———修改完善了各测试方法的记录表格并调整为“规范性附录”（见附录Ａ）；
———增加了有机氯农药的“毛细管气相色谱法”（见附录Ｃ）；
———增加了多氯联苯的“毛细管气相色谱法”（见附录Ｄ）。
本部分的附录Ａ为规范性附录，附录Ｂ、附录Ｃ和附录Ｄ为资料性附录。
本部分由国家海洋局提出。
本部分由全国海洋标准化技术委员会（ＳＡＣ／ＴＣ２８３）归口。
本部分起草单位：国家海洋环境监测中心。
本部分主要起草人：马永安、徐恒振、于涛、贺广凯、尚龙生、赵云英、孙茜、韩庚辰、关道明、王健国、许昆灿、张春明、陈维岳、洪君超、陈邦龙。
本部分所代替标准的历次版本发布情况为：
———ＧＢ１７３７８．６—１９９８。
Ⅲ
海洋监测规范 第６部分：生物体分析
１ 范围
ＧＢ１７３７８的本部分规定了贻贝、虾及鱼等海洋生物体中有害物质残留量的测定方法，并对样品采
集、运输、贮存、预处理和测定结果的计算等提出技术要求。
本部分适用于大洋、近海和沿海水域的海洋生物污染调查与监测。
２ 规范性引用文件
下列文件中的条款通过ＧＢ１７３７８的本部分的引用而成为本部分的条款。凡是注日期的引用文
件，其随后所有的修改单（不包括勘误的内容）或修订版均不适用于本部分，然而，鼓励根据本部分达成
协议的各方研究是否可使用这些文件的{zx1}版本。凡是不注日期的引用文件，其{zx1}版本适用于本
部分。
ＧＢ１７３７８．３ 海洋监测规范 第３部分：样品采集、贮存与运输
ＧＢ１７３７８．４ 海洋监测规范 第４部分：海水分析
ＧＢ１７３７８．５ 海洋监测规范 第５部分：沉积物分析
３ 术语和定义
下列术语和定义适用于ＧＢ１７３７８的本部分。
３．１
蒸至近干 犲狏犪狆狅狉犪狋犻狅狀狋狅犱狉狔狀犲狊狊
溶剂蒸发至小体积（０．２ｍＬ～０．３ｍＬ），留有残渣呈湿润状。
３．２
标线 狊狋犪狀犱犪狉犱犾犻狀犲
计量容器体积的刻度线。
［ＧＢ１７３７８．５—２００７，定义３．１］
４ 一般规定
４．１ 样品的采集与制备
４．１．１ 采样种类
贝类、虾和鱼类。贝类一般采集菲律宾蛤仔、文蛤、四角蛤蜊、紫贻贝、翡翠贻贝、毛蚶、缢蛏、僧帽牡
蛎等。
４．１．２ 试剂
４．１．２．１ 去离子水或等效蒸馏水，其痕量金属含量应低于分析方法的检出限，或用未受沾污的海水。
４．１．２．２ 合成洗涤剂。
４．１．３ 仪器和设备
仪器和设备如下：
———塑料冷冻箱：配有冰袋。用于贻贝贮存和运输时，底部应具有栅板，以免样品浸入水中；
———冰箱；
———低温冰箱；
———塑料板和尺子：用于长度测量；
１
———塑料刀；
———玻璃或陶瓷碟：制备样品用；
———镊子：塑料制品或其他合适材料的制品；
———高密度聚乙烯袋和塑料容器：供速冻保存样品用，装样前，应用合成洗涤剂清洗，并用蒸馏水
洗净；
———分析天平：感量０．１ｍｇ；
———塑料洗瓶；
———刮刀：供采集样品用；
———塑料桶：容量２０Ｌ～５０Ｌ；
———大号金属刀：无锈斑，供切取鱼组织用；
———匀浆器：不锈钢或其他适宜材料的制品；
———称量瓶：容量５０ｍＬ；
———电热烘箱；
———干燥箱；
———冷冻干燥设备。
４．１．４ 采样与运输
４．１．４．１ 准备工作
用合成洗涤剂（见４．１．２．２）清洗冷冻箱、高密度聚乙烯袋、塑料板及尺、大号金属刀、刮刀，再用蒸
馏水或海水（见４．１．２．１）漂洗干净。
４．１．４．２ 贻贝样品的采集
用清洁刮刀从其附着物上采集贻贝样。
选取足够数量的完好贻贝存于冷冻箱中。若需长途运输（炎热天超过２ｈ），应把贻贝样品盛于塑
料桶中，将现场采集的清洁海水淋洒在贻贝上，样品保持润湿状但不能浸入水中。
若样品处理须在采样２４ｈ后进行，可将贻贝样存于高密度塑料袋中，压出袋内空气，将袋口打结或
热封，将此袋和样品标签一起放入聚乙烯袋中并封口，存于低温冰箱中。
４．１．４．３ 虾与中小型鱼样采集
按要求选取足够数量的完好的生物样，放入干净的聚乙烯袋中，应防止刺破袋子。挤出袋内空气，
将袋口打结或热封，将此袋和样品标签一起放入另一聚乙烯袋中，并封口，低温冷藏。若贮存期不太长
时（热天不超过４８ｈ），可用冰箱或冷冻箱存放样品。
４．１．４．４ 大型鱼样采集
测量并记下鱼样的叉长、体重和性别。
用清洁的金属刀切下至少１００ｇ肌肉组织，厚度至少５ｃｍ，样品处理时，切除沾污或内脏部分。存
于清洁的聚乙烯袋中，挤出空气并封口，将此袋与样品标签一起放入另一聚乙烯袋中，封口，于低温冰箱
中贮存。若保存时间不太长（热天不超过４８ｈ），可用冰箱或冷冻箱贮放样品。
４．１．４．５ 样品的运输
样品采集后，若长途运输，应把样品放入样品箱（或塑料桶）中，对不需封装的样品应将现场清洁海
水淋洒在样品上，保持样品润湿状（不得浸入水中）；若样品处理，应在采样２４ｈ后进行，可将样品放在
聚乙烯袋中，压出袋内空气，将袋口打结。将此袋和样品标签一起放入另一聚乙烯袋（或洁净的广口玻
璃瓶）中，封口、冷冻保存。其他按照ＧＢ１７３７８．３规定执行。
４．１．５ 样品预处理
４．１．５．１ 准备工作
必要时将冷冻样品在冰箱（－
用合成洗涤剂（见４．１．２．２）清洗塑料刀、碟、镊子、塑料板及尺和称重塑料膜，用蒸馏水或清洁海水
２
（见４．１．２．１）漂洗干净。工作台用洗净的塑料膜罩上。用合成洗涤剂（见４．１．２．２）仔细地洗手，后用蒸
馏水或清洁海水（见４．１．２．１）漂洗干净。
４．１．５．２ 贝类样的制备
用塑料刀或塑料刷除去贝壳外部所有的附着物。
用蒸馏水或清洁海水（见４．１．２．１）漂洗每一个样品个体，让其自然流干，拉出足丝。用天平称个体
全重，并记下重量。
用另一把塑料刀插入足丝伸出口，切断闭合肌，打开贝壳。
用蒸馏水或清洁海水（见４．１．２．１）洗贝壳内的软组织，用塑料刀和镊子取出软组织，让水流尽。
单个体样品：将软组织放入已称重的塑料容器内，再称重，记下鲜重。盖紧，贴上标签。用尺子测量
并记录贝壳长度。
多个体样品：按上述步骤将至少１０个个体的软组织放入已知重量的塑料容器中，称重，记下鲜重。
于匀浆器中匀化样品，将匀浆样放回原塑料容器，再称重，并记录总重量，计算匀浆样重。贴上样品
标签。
各生物个体大小应相近，并在取出生物组织前分别测量其个体长度和总重量。
４．１．５．３ 虾样制备
４．１．５．３．１ 单个体样品
用尺子量虾体长，将虾放在聚乙烯称样膜上，称重，记下长度和鲜重。
用塑料刀将腹部与头胸部及尾部分开，小心将其内脏从腹部取出。腿全部切除。将腹部翻下，用塑
料刀沿腹部外甲边缘切开，用塑料镊子取下内侧外甲并弃去。
用另一把塑料刀松动腹部肌肉，并用镊子取出肌肉。
检查性腺，记录所鉴别的性别。
用镊子将肌肉移入塑料容器中，称重并记录鲜重。盖紧容器，标上号码。将几个容器一起放入同一
塑料袋中，并附样品登记清单，结紧袋口，低温冰箱中保存。
４．１．５．３．２ 多个体样品
按上述方法制备样品，仔细地记录各个体长度、鲜重、腹部肌肉重和性别。每个样品须包括６个以
上性别相同、大小相近的个体肌肉。将样品放入匀浆器中匀化腹部肌肉，转入已知重量的塑料容器中盖
紧，标上号码，称重，记下鲜重和其他数据。
将几个塑料容器放在同一塑料袋中，并附上样品登记清单，结紧袋口，在低温冰箱中保存。
４．１．５．４ 中小型鱼样制备
４．１．５．４．１ 单个体样品
测量鱼的叉长，并于聚乙烯称样膜上称重。鉴定性腺性别，记下叉长和体重。
用蒸馏水或清洁海水（见４．１．２．１）洗涤鱼样，将它放在工作台上，用塑料刀切除胸鳍并切开背鳍附
近自头至尾部的鱼皮。
在鳃附近和尾部，横过鱼体各切一刀；在腹部，鳃和尾部两侧各切一刀。四刀只切在鱼体一侧，且不
得切太深，以免切开内脏，沾污肉片。
用镊子将鱼皮与肉片分离，谨防外表皮沾污肉片。
用另一把塑料刀将肌肉与脊椎分离，并用镊子取下肌肉。将组织盛于塑料容器中，称重并记录
重量。
若一侧的肌肉量不能满足分析用量，取另一侧肌肉补充。
盖紧容器，贴上标签或记号，做好记录，于低温冰箱中保存。
４．１．５．４．２ 多个体样品
仔细记下各个体体长、鲜重、肌肉重。鉴定性别。个体数不应少于６个，且性别应相同，大小相近。
用匀浆器匀化鱼组织，将匀浆样转入已知重量的塑料容器中，盖紧，贴上标签并称重，记下匀浆样重
３
和其他数据。置于低温冰箱中存放。
４．１．５．５ 大型鱼样制备
若必要，将现场采集的样品放在－
用蒸馏水或清洁海水（见４．１．２．１）洗涤鱼样。将鱼样置于清洁的工作台上，剔除残存的皮和骨，用
塑料刀切去表层，再用另一把塑料刀重复操作一次，留下不受污染的肌肉组织。将肌肉组织放入塑料容
器中，盖紧，贴上标签，称重，将数据记入记录表，样品存于低温冰箱中。
４．１．５．６ 干样制备
将部分新鲜试样按４．１．６．１或４．１．６．２步骤烘干，计算干湿比，以校正水分含量。干燥后的样品用
玛瑙研钵磨碎，全部过８０目～１００目（１８０μｍ～１５４μｍ）尼龙筛，供痕量元素分析用。
４．１．６ 干重测定
４．１．６．１ 烘干
将称量瓶放入１０
盖好瓶盖，用分析天平称重，记下重量。取５ｇ～１０ｇ上述生物制备样于称量瓶中，盖好瓶盖，再称
重（±０．５ｍｇ）并记下重量。
将盛样品的称量瓶半开盖放入１０
称重并记录所称重量。
重复烘干操作，至前后两次烘干后的重量差小于总重量的０．５％。计算干重和干湿比。
４．１．６．２ 冷冻干燥
对类脂物含量高的生物样品，不能烘干至恒重，则应用冷冻干燥。准确称取１ｇ～２ｇ上述生物制
备样于干净的冷冻干燥的样品容器中，冷冻干燥２４ｈ后称重一次。再次冷冻干燥２４ｈ，再称重。两次
称重的重量差应小于总重量的０．５％。否则，应继续干燥至符合要求。计算干重和干湿比。
４．１．７ 注意事项
本规定执行中应注意如下事项：
———在实验室附近采集贻贝，不存在特殊的运输和贮藏问题。运往实验室时，应使贻贝样通风并用
海水保持润湿。采自潮间带的贻贝，在空气中可生存２４ｈ。运输时不应将贻贝放在水中；
———手洗净之后，不应接触解剖组织，应带上手套；若条件许可，准备工作和样品制备均应在洁净条
件下进行；
———制备多个体样品时，应取性别相同、个体大小相近的生物。取出软组织之前，应分别测量各个
体的体长和重量；
———样品消化前，将盛有样品的容器总重量与贮存时之重量进行比较，可发现贮存期间样品是否
失重；
———不同部位肌肉的痕量金属含量可能存在差别，故实际样品的有关资料应尽可能记录详细；
———用于有机氯农药和石油烃测定的生物样品，样品采集和预处理的设备和试剂作适当的相应改
变，应避免采用塑料器皿和含有卤代烃试剂；
———生物体中总汞及有害有机物的测定，不应用干燥样品，应用湿样测定，结果仍以干样中被测物
的含量来表示。
４．２ 规定和要求
４．２．１ 分析样品的烘干：未注明干燥温度及时间时，均指１０
４．２．２ 标准溶液配制中，所有的移液管和容量瓶均应进行检定或容量校正。
４．２．３ 除另有注明外，所用容器的净化均先用硝酸溶液（１＋３）浸泡２ｄ～３ｄ后，再用去离子水仔细淋
洗干净，晾干后备用。
４．２．４ ｐＨ值除注明测量方法外，均可用精密或广泛ｐＨ试纸测量。
４．２．５ 为检查分析结果的质量，应从一批分析样中按表１任意抽取检查样，分别装袋并另编样号，将基
４
本样与检查样交分析测试人员，按以下要求进行测定：
———抽查样的测项与基本样相同；
———当分析样数量较多时，基本样与检查样可不应安排在同批内进行测试；
———测试所得结果按表２所列双样相对偏差值控制分析质量。当某测项双样检查结果超差率大于
３０％时，此批基本样中该测项应全部重新称样测定；
———若仍出现上述超差情况，分析测试人员应认真检查分析原因（如标准溶液的配制，环境质量，所
用仪器设备有无不正常情况等）后，再进行这批样品（基本样与检查样）的测定；
———当某测项双样检查结果超差率小于３０％时，超差的样品应重新称样进行测定，直至新测定结
果合格为止。按平行双样的均值报出结果；
———每批分析的样品（２０个左右）应插入２个～３个有证标准物质样品（另行编号），以检验有无系
统误差。
表１ 从分析样中抽取检查样的比例
分析样个数／个＜１０１０～３０＞３０
检查样抽取比例／％５０４０３０
表２ 平行双样相对偏差表
分析结果所在数量级１０－４１０－５１０－６１０－７１０－８１０－９
相对偏差容许限／％４８１５２０３０４０计算：｜犃－犅｜
犃＋犅
×１００４．３ 说明
４．３．１ 各种酸碱的密度（ρ）是指２０℃时的质量除以体积，单位为ｇ／ｍＬ。
４．３．２ 干燥剂在不指明具体名称时，均指变色硅胶。
４．３．３ 所配制的元素的标准溶液的浓度均指该元素的浓度。
４．３．４ 没有指明溶剂的溶液都是水溶液。
５ 总汞
５．１ 原子荧光法
５．１．１ 适用范围和应用领域
本方法适用于海洋生物体中总汞的测定。
本方法为仲裁方法。
５．１．２ 方法原理
在硝酸高氯酸消化体系中，生物体中的汞全量转化为汞离子进入溶液。用硼氢化钾作为还原剂将
溶液中的汞离子还原成汞蒸汽。以氩气为载气使原子汞蒸汽进入原子荧光光度计的原子化器中，用特
种汞空心阴极灯为激发光源，测定汞原子荧光强度。
５．１．３ 试剂及其配制
５．１．３．１ 硝酸（ＨＮＯ３）：ρ＝１．４２ｇ／ｍＬ，优级纯。
５．１．３．２ 高氯酸（ＨＣｌＯ４）：优级纯。
５．１．３．３ 盐酸（ＨＣｌ）：ρ＝１．１９ｇ／ｍＬ，优级纯。
５．１．３．４ 草酸（Ｈ２Ｃ２Ｏ４·２Ｈ２Ｏ）。
５．１．３．５ 硼氢化钾（ＫＢＨ４）。
５．１．３．６ 氢氧化钾（ＫＯＨ）：优级纯。
５．１．３．７ 硝酸溶液（１＋１９）：将１体积硝酸（见５．１．３．１）与１９体积水混合。
５
５．１．３．８ 草酸溶液（１％）：称取１０ｇ草酸（见５．１．３．４）溶解于１０００ｍＬ去离子水中，置于棕色试剂瓶
中保存。
５．１．３．９ 硼氢化钾溶液（０．０５ｇ／Ｌ）：称取１ｇ氢氧化钾（见５．１．３．６）溶于２００ｍＬ去离子水中，加入
０．５ｇ硼氢化钾（见５．１．３．５）溶解后移取２０ｍＬ于１０００ｍＬ容量瓶中，用去离子水稀释至标线。使用
前配制。
５．１．３．１０ 汞标准贮备溶液（１．００ｇ／Ｌ）：准确称取０．１３５４ｇ氯化汞（ＨｇＣｌ２，优级纯，预先在硫酸干燥
器中放置２４ｈ以上）于５０ｍＬ干净的烧杯中，用少量硝酸溶液（见５．１．３．７）溶解后，全量转入１００ｍＬ
容量瓶中，加硝酸溶液（见５．１．３．７）至标线，混匀。
５．１．３．１１ 汞标准中间溶液Ａ（１０．０ｍｇ／Ｌ）：移取１．００ｍＬ汞标准贮备溶液（见５．１．３．１０）置于１００ｍＬ
容量瓶中，加硝酸溶液（见５．１．３．７）至标线，混匀。
５．１．３．１２ 汞标准中间溶液Ｂ（０．１００ｍｇ／Ｌ）：移取１．００ｍＬ汞标准中间溶液Ａ（见５．１．３．１１）置于
１００ｍＬ容量瓶中，加硝酸溶液（见５．１．３．７）至标线，混匀。
５．１．３．１３ 汞标准使用溶液（１０．０μｇ／Ｌ）：移取１０．００ｍＬ汞标准中间溶液Ｂ（见５．１．３．１２）置于１００ｍＬ
容量瓶中，加硝酸溶液（见５．１．３．７）至标线，混匀。
５．１．４ 仪器及设备
仪器和设备如下：
———原子荧光光度计；
———容量瓶：容量５０ｍＬ、１００ｍＬ、１０００ｍＬ；
———移液管：容量１ｍＬ、２ｍＬ、５ｍＬ、１０ｍＬ；
———烧杯：容量５０ｍＬ、１００ｍＬ、１０００ｍＬ；
———电加热板；
———氩气；
———实验室常用仪器与设备。
５．１．５ 分析步骤
５．１．５．１ 绘制标准曲线
５．１．５．１．１ 于７个１００ｍＬ容量瓶中分别加入５０ｍＬ去离子水、１０ｍＬ硝酸（见５．１．３．１）和１０ｍＬ盐
酸（见５．１．３．３），再分别加入０ｍＬ、０．２５ｍＬ、０．５０ｍＬ、１．００ｍＬ、２．００ｍＬ、４．００ｍＬ、８．００ｍＬ汞标准
使用溶液（见５．１．３．１３），用去离子水定容至标线，混匀。
５．１．５．１．２ 向原子荧光光度计的氢化物发生器中依次加入汞标准系列溶液各２ｍＬ，分别测定标准空
白荧光强度（犐０）和标准样品荧光强度（犐ｉ）。
５．１．５．１．３ 将数据记入表Ａ．１中，以荧光强度（犐ｉ－犐０）为纵坐标，以汞的质量（ｎｇ）为横坐标，绘制标准
曲线（给出线性回归方程）并计算线性回归系数。
５．１．５．２ 样品测定
５．１．５．２．１ 准确称取０．１ｇ～０．５ｇ生物干样或１ｇ～５ｇ生物湿样（±０．０００１ｇ），放入５０ｍＬ烧杯中，
加入１０ｍＬ硝酸（见５．１．３．１），１ｍＬ高氯酸（见５．１．３．２），盖上表面皿，放置过夜。次日将样品置于
１４０℃～１６０℃电热板上加热，消化至黄棕色烟雾散尽，消化液清亮透明，近无色或浅黄色为止。取下冷
却至室温，加入５ｍＬ盐酸（见５．１．３．３），全量转移到５０ｍＬ容量瓶中，用１％草酸溶液（见５．１．３．８）定
容至标线，混匀，静置２０ｍｉｎ后测试。
５．１．５．２．２ 除不加生物样品外，其余步骤xx等同于样品消化（见５．１．５．３．１）。由此制备的溶液作为
分析空白液。
５．１．５．２．３ 分别取２．０ｍＬ分析空白（见５．１．５．３．２）和样品消化液（见５．１．５．３．１）加入到原子荧光光
度计的氢化物发生器中，分别测定分析空白荧光强度（犐ｂ）和样品消化液的荧光强度（犐ｓ）。以（犐ｓ－犐ｂ）值
从标准曲线上查出相应的汞的质量（ｎｇ），或用线性回归方程计算得出汞的质量（ｎｇ）。
６
５．１．６ 记录和计算
将测定结果记入表Ａ．２中，按式（１）计算生物体中汞的含量：
狑Ｈｇ＝
犿·犞１
犞２·犕（１－狑Ｈ２Ｏ）
（１）!!!!!!!!!!!!!!
式中：
狑Ｈｇ———生物干样中总汞的含量（质量分数，１０－９）；
犿———从标准曲线上查得的汞量，单位为纳克（ｎｇ）；
犞１———样品消化液的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
犞２———样品测定分样的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
犕———样品的称取量，单位为克（ｇ）；
狑Ｈ２Ｏ———湿样的含水率（质量分数，％）。
５．１．７ 精密度和准确度
汞含量为０．０５２×１０－６时，再现性相对标准偏差为８％；平均相对误差为１％；重复性相对标准偏差
为５％。
５．１．８ 注意事项
本方法执行中应注意如下事项：
———除非另作说明，本方法所用试剂均为分析纯，水为去离子水或等效无汞水；
———对含碘量高的生物样品，应加入适量的硝酸银xx碘对测定的干扰；
———试验用器皿用硝酸溶液（１＋３）浸泡２４ｈ以上，洗净，并检查空白是否合格；
———生物样品取样量较大时，可适当增加硝酸用量；
———每批生物样品测定完成后，用酸性高锰酸钾溶液清洗荧光光度计的氢化物发生器，并用水
洗净；
———标准系列溶液的介质组成应尽可能与试样消化液组成相近；
———所用的试剂，特别是硝酸和盐酸，在使用前应作空白试验；
———适当地调节样品的称取量，确保测得值在标准曲线范围内。
５．２ 冷原子吸收光度法
５．２．１ 适用范围和应用领域
本方法适用于海洋生物体中总汞的测定。对含碘量高的生物样品，应添加适量硝酸银xx碘对测
定的干扰。
５．２．２ 方法原理
以五氧化二钒作催化剂，用硝酸硫酸消化生物样品，将有机汞全部转化为无机汞，再用氯化亚锡将
汞离子还原成金属汞，用气液平衡开路吸气冷原子吸收测定系统于２５３．７ｎｍ波长测定总汞含量。
５．２．３ 试剂及其配制
５．２．３．１ 五氧化二钒（Ｖ２Ｏ５）。
５．２．３．２ 无水氯化钙（ＣａＣｌ２），用于装填干燥管。
５．２．３．３ 硝酸（ＨＮＯ３）：ρ＝１．４２ｇ／ｍＬ。
５．２．３．４ 硫酸（Ｈ２ＳＯ４）：ρ＝１．８４ｇ／ｍＬ，优级纯。
５．２．３．５ 盐酸（ＨＣｌ）：ρ＝１．１９ｇ／ｍＬ。
５．２．３．６ 硫酸溶液（０．５ｍｏｌ／Ｌ）：在不断搅拌下，将２８ｍＬ硫酸（见５．２．３．４）缓慢加入９７２ｍＬ水中。
５．２．３．７ 盐酸溶液（１＋１）：将盐酸（见５．２．３．５）与等体积水混合。
５．２．３．８ 硝酸溶液（１＋１９）：１份硝酸（见５．２．３．３）与１９份水混合。
５．２．３．９ 氯化亚锡溶液（１００ｇ／Ｌ）：称取１０ｇ氯化亚锡于烧杯中，加入１００ｍＬ盐酸溶液（见５．２．３．７），
加热至溶解，冷却后装于棕色瓶内，使用时用等体积水稀释。若汞含量高，可用鼓泡法去除，直至溶液中
７
汞含量不能检出。
５．２．３．１０ 低汞海水：表层海水经滤纸过滤，每升海水缓慢加入２８ｍＬ硫酸（见５．２．３．４）酸化，海水汞
含量应低于０．００５μｇ／Ｌ。
５．２．３．１１ 汞标准贮备溶液（１．００ｍｇ／ｍＬ）：称取０．１３５４ｇ氯化汞（ＨｇＣｌ２，预先在硫酸干燥器中干燥）
于１０ｍＬ烧杯中，用硝酸溶液（见５．２．３．８）溶解。全量转入１００ｍＬ量瓶中，用硝酸溶液（见５．２．３．８）
稀释至标线，混匀。保存期一年。
５．２．３．１２ 汞标准中间溶液（１０．０μｇ／ｍＬ）：量取１．００ｍＬ汞标准贮备溶液（见５．２．３．１１）于１００ｍＬ量
瓶中，用硝酸溶液（见５．２．３．８）稀释至标线，混匀。保存期７ｄ。
５．２．３．１３ 汞标准使用溶液（０．１００μｇ／ｍＬ）：量取１．００ｍＬ汞标准中间溶液（见５．２．３．１２）于１００ｍＬ
量瓶中，用硫酸溶液（见５．２．３．６）稀释至标线，混匀。当天配制。
５．２．４ 仪器及设备
仪器和设备如下：
———测汞装置（见图１）；
———汞蒸气发生瓶：２５０ｍＬ锥形洗瓶改制，将洗瓶通气管下端截断，使管端刚离开待测溶液液面；
———电热板；
———容量瓶：容量５０ｍＬ、１００ｍＬ；
———移液管：容量１ｍＬ、２ｍＬ、５ｍＬ、１０ｍＬ；
———烧杯：容量５０ｍＬ、１００ｍＬ、１０００ｍＬ；
———实验室常备仪器及设备。
１———抽气泵；
２———空气流量调节阀；
３———含汞废气吸收器；
４———测汞仪；
５———光吸收池；
６———干燥管；
７———三通阀；
８———汞蒸气发生瓶；
９———空气净化装置；
１０———气体流量计。
图１ 冷原子吸收测汞装置
５．２．５ 分析步骤
５．２．５．１ 绘制标准曲线
按以下步骤绘制标准曲线：
ａ） 取６个２５０ｍＬ汞蒸气发生瓶，加１００ｍＬ低汞海水（见５．２．３．１０），然后分别加入０ｍＬ、
０．１０ｍＬ、０．２０ｍＬ、０．３０ｍＬ、０．４０ｍＬ、０．５０ｍＬ汞标准使用溶液（见５．２．３．１３），混匀；
ｂ） 将测汞仪上的三通开关转至调零档，以１Ｌ／ｍｉｎ～１．５Ｌ／ｍｉｎ流量的空气流通过光吸收池；
ｃ） 将汞蒸气发生瓶依次连接于测汞仪上，加入２ｍＬ氯化亚锡溶液（见５．２．３．９），迅速塞紧汞蒸
气发生瓶的塞子，振摇１ｍｉｎ；
８
ｄ） 调节测汞仪零点，将三通开关转到测定档，测定吸光值（犃ｉ）及标准空白吸光值（犃０）；
ｅ） 将数据填入表Ａ．３中。以吸光值犃ｉ－犃０为纵坐标，相应的汞含量（μｇ）为横坐标，绘制标准
曲线。
５．２．５．２ 样品消化
准确称取２．５ｇ（±０．０００１ｇ）湿样，放入１００ｍＬ烧杯中，加入４０ｍｇ五氧化二钒（见５．２．３．１），
８ｍＬ硝酸（见５．２．３．３），盖上表面皿，置于１４０℃～１６０℃电热板上加热１０ｍｉｎ。取下，稍冷后加入
１５ｍＬ硫酸（见５．２．３．４），继续加热２０ｍｉｎ。取下，稍冷后加１０ｍＬ水，再加热３０ｍｉｎ，取下，冷却后全
量转入１００ｍＬ量瓶中，加水稀释至标线，混匀。此液为样品消化液。同时制备分析空白试液。
５．２．５．３ 样品测定
量取适量样品消化液（见５．２．５．２）于汞蒸气发生瓶中，加水至１００ｍＬ。其余按５．２．５．１．ｂ）～
５．２．５．１．ｄ）步骤测定吸光值（犃ｓ）及分析空白吸光值（犃ｂ）。以（犃ｓ－犃ｂ）的值从标准曲线上查出相应
的汞的量（μｇ）。
５．２．６ 记录与计算
将测定数据填入表Ａ．４中，按式（２）计算样品干样中汞的含量：
狑Ｈｇ＝
犿犞１
犞２犕犉
（２）!!!!!!!!!!!!!!!!
式中：
狑Ｈｇ———生物干样中总汞的含量（质量分数，１０－６）；
犿———从标准曲线上查得的汞的量，单位为微克（μｇ）；
犞１———样品消化液的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
犞２———测定分样体积，单位为毫升（ｍＬ）；
犕———样品的称取量，单位为克（ｇ）；
犉———样品的干湿比。
５．２．７ 精密度和准确度
汞含量为０．２５×１０－６时，相对标准偏差为４％；４个实验室测定同一牡蛎互校样，相对标准偏差为
９．１％。
５．２．８ 注意事项
本方法执行中应注意如下事项：
———除非另作说明，本方法所用试剂均为分析纯，水为去离子水或等效纯水；
———试验用器皿用硝酸溶液（１＋３）浸泡２４ｈ以上，洗净，并检查空白是否合格；
———用过的汞蒸气发生瓶，应用酸性高锰酸钾溶液漂洗，用水洗净；
———绘制汞标准曲线时，也可用氯化钠溶液代替低汞海水。
６ 铜
６．１ 无火焰原子吸收分光光度法（连续测定铜、铅和镉）
６．１．１ 适用范围和应用领域
本法适用于海洋生物体中铜、铅和镉的连续测定。
本方法为仲裁方法。
６．１．２ 方法原理
生物样品经硝酸过氧化氢消化，铜在３２４．７ｎｍ波长，铅在２８３．３ｎｍ波长，镉在２２８．８ｎｍ波长处
进行无火焰原子吸收测定。
６．１．３ 试剂及其配制
６．１．３．１ 硝酸（ＨＮＯ３）：ρ＝１．４２ｇ／ｍＬ，优级纯，经石英亚沸蒸馏器蒸馏。
９
６．１．３．２ 过氧化氢（Ｈ２Ｏ２）：３０％。
６．１．３．３ 硝酸溶液（１＋２）：１体积的硝酸（见６．１．３．１）和２体积的水混合。
６．１．３．４ 硝酸溶液（１＋９９）１体积的硝酸（见６．１．３．１）和９９体积的水混合。
６．１．３．５ 铜、铅和镉标准贮备溶液（１．０００ｍｇ／ｍＬ）：分别称取０．１０００ｇ金属铜、铅和镉（纯度
９９．９９％）于３只５０ｍＬ烧杯中，用水润湿，加硝酸溶液（见６．１．３．３）溶解，必要时加热直至溶解xx。
分别全量转入３只１００ｍＬ量瓶中，加硝酸溶液（见６．１．３．３）至标线，混匀。
６．１．３．６ 铜、铅和镉标准中间溶液：分别移取２．０ｍＬ铜标准贮备液（见６．１．３．５），１．０ｍＬ铅标准贮备
液（见６．１．３．５）和０．２０ｍＬ镉标准贮备液（见６．１．３．５）于同一１００ｍＬ量瓶中，用硝酸溶液（见６．１．３．４）
稀释至标线，混匀。此溶液铜为２０．０μｇ／ｍＬ，铅为１０．０μｇ／ｍＬ，镉为２．０μｇ／ｍＬ。
６．１．３．７ 铜、铅和镉标准使用溶液：量取１．００ｍＬ铜、铅和镉标准中间溶液（见６．１．３．６）于１００ｍＬ量
瓶中，用硝酸溶液（见６．１．３．４）稀释至标线，混匀。此溶液铜为０．２０μｇ／ｍＬ，铅为０．１０μｇ／ｍＬ，镉
为０．０２μｇ／ｍＬ。
６．１．４ 仪器及设备
仪器和设备如下：
———无火焰原子吸收分光光度计；
———空心阴极灯；
———氩气钢瓶：纯度９９．９９％；
———洁净工作台（洁净１００级）；
———电热板。
６．１．５ 分析步骤
６．１．５．１ 绘制标准曲线
按以下步骤绘制标准曲线：
ａ） 取６支１０ｍＬ具塞比色管，分别移入０ｍＬ、０．５０ｍＬ、１．００ｍＬ、１．５０ｍＬ、２．００ｍＬ、２．５０ｍＬ
铜、铅和镉标准使用溶液（见６．１．３．７），加硝酸溶液（见６．１．３．４）稀释至标线，混匀。
ｂ） 移取２０μＬ试液，按选定的仪器工作条件，测定标准系列溶液的吸光值（犃ｉ）和标准空白值
（犃０）；
ｃ） 将数值记入表Ａ．５中，以吸光值（犃ｉ－犃０）为纵坐标，相应金属元素的浓度（μｇ／ｍＬ）为横坐标，
绘制标准曲线。
６．１．５．２ 样品消化
６．１．５．２．１ 准确称取０．１ｇ（±０．０００１ｇ）干样于５０ｍＬ烧杯中，用几滴水湿润样品，加入２ｍＬ硝酸
（见６．１．３．１），盖上表面皿，置于电热板上，低温加热至泡沫基本消失。
６．１．５．２．２ 取下烧杯，缓慢地加入０．５ｍＬ过氧化氢（见６．１．３．２），盖上表面皿，于电热板１６０℃～
２００℃加热约２０ｍｉｎ，补加１ｍＬ过氧化氢（见６．１．３．２），继续加热并蒸至约剩１ｍＬ。
６．１．５．２．３ 再加１ｍＬ硝酸（见６．１．３．１），１．５ｍＬ过氧化氢（见６．１．３．２），盖上表面皿，于电热板
１６０℃～２００℃加热，并蒸至约０．５ｍＬ，全量转入１０ｍＬ具塞比色管中，加水至标线，混匀。同时制备分
析空白样品。
６．１．５．３ 样品测定
量取２０μＬ样品消化液，按选定的仪器技术参数测定相应金属元素的吸光值（犃ｓ）；同时，测定分析
空白样品吸光值（犃ｂ）。以（犃ｓ－犃ｂ）的值从标准曲线上查出相应金属元素的浓度（μｇ／ｍＬ）。
６．１．６ 记录与计算
将测得数据记入表Ａ．６中，按式（３）计算生物体干样中铜、铅和镉的含量。
狑Ｍｅ＝ρＭｅ犞
犕
（３）!!!!!!!!!!!!!!!!!
０１
式中：
狑Ｍｅ———生物体干样中铜、铅和镉的含量（质量分数，１０－６）；
ρＭｅ———从标准曲线上查得的铜、铅和镉的浓度，单位为微克每毫升（μｇ／ｍＬ）；
犞———样品消化液的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
犕———干样品称取量，单位为克（ｇ）。
６．１．７ 精密度和准确度
铜：六个实验室测定同一互校生物样，测定结果的再现性相对标准偏差为１．６％。
铅：平行６次测定三种生物样品，相对标准偏差分别为７．５％，６．４％和２．７％；五个实验室测定生物
样品（牡蛎），平均值为１．６８×１０－６，再现性标准偏差为１．１％；六个实验室测定铅含量为０．５４×１０－６的
标准物质，相对误差平均为３．７％。
镉：平行６次测定三种生物样品，相对标准偏差分别为１３％、２．８％和３．６％；五个实验室测定镉含
量为０．０６７×１０－６的标准物质，误差平均为７．２％；五个实验室分析同一生物样品（牡蛎），再现性相对标
准偏差为８．２％。
６．１．８ 注意事项
本方法执行中应注意如下事项：
———除非另作说明，本方法所用试剂均为分析纯，水为二次去离子水或等效纯水；
———试验用器皿用硝酸溶液（１＋３）浸泡２４ｈ以上，洗净，使用前用二次去离子水淋洗干净，并检查
空白是否合格；
———样品消化时，应始终盖上表面皿；
———不同型号的无火焰原子吸收分光光度计，自行选定仪器{zj0}技术参数。
６．２ 阳极溶出伏安法
６．２．１ 适用范围和应用领域
本法适用于海洋生物体中铜的测定。
６．２．２ 方法原理
生物样经硝酸过氧化氢消化，用柠檬酸三铵掩蔽干扰离子。在ｐＨ值为８．２±０．２的乙二胺介质
中，当在工作电极上施加一定电压进行电解时，铜被还原并沉积在悬滴汞电极上形成铜汞齐，然后进行
反向电压扫描，汞中的金属铜被氧化溶出，所产生的氧化电流与溶液中铜的浓度呈正比关系，借以进行
定量测定。
６．２．３ 试剂及其配制
６．２．３．１ 硝酸（ＨＮＯ３）：ρ＝１．４２ｇ／ｍＬ，超纯。
６．２．３．２ 过氧化氢（Ｈ２Ｏ２）：３０％。
６．２．３．３ 盐酸（ＨＣｌ）：ρ＝１．１９ｇ／ｍＬ，超纯。
６．２．３．４ 柠檬酸三铵溶液（５０ｇ／Ｌ）：称取５ｇ柠檬酸三铵（Ｃ６Ｈ１７Ｎ３Ｏ７）于１５０ｍＬ烧杯中，加水溶解
后，转入１００ｍＬ量瓶，加水至标线，混匀。
６．２．３．５ 乙二胺（ＮＨ２ＣＨ２ＣＨ２ＮＨ２）：经等温扩散法提纯。
６．２．３．６ 精密ｐＨ试纸：ｐＨ为７．６～８．５。
６．２．３．７ 铜标准贮备溶液（１．０００ｍｇ／ｍＬ）：见６．１．３．５。
６．２．３．８ 铜标准中间溶液（１０．０μｇ／ｍＬ）：量取１．００ｍＬ铜标准贮备溶液（见６．２．３．７）于１００ｍＬ量瓶
中，加入１．０ｍＬ盐酸（见６．２．３．３），加水至标线，混匀。
６．２．３．９ 铜标准使用溶液（２．００μｇ／ｍＬ）：量取２０．０ｍＬ铜标准中间溶液（见６．２．３．８）于１００ｍＬ量瓶
中，加水至近１００ｍＬ，用乙二胺溶液（见６．２．３．５）调节ｐＨ值为３～４，加水至标线，混匀。使用时配制。
６．２．４ 仪器及设备
仪器和设备如下：
１１
———极谱仪：具有向正电压方向扫描的功能。若用脉冲阳极溶出伏安法，需用脉冲极谱仪；
———记录仪：配用仪器自带的图形记录仪或犡犢函数记录仪；
———电极；
ａ） 工作电极：悬滴汞电极；
ｂ） 参比电极：Ａｇ／ＡｇＣｌ电极；
ｃ） 辅助电极：铂金电极；
———电解池：规格及形状须一致；
———恒速电磁搅拌器；
———电热板：温度可调，铺有薄型石棉板或３ｃｍ厚细砂；
———电炉：铺有石棉网；
———精密微量移液管：容量１００μＬ，４００μＬ，１０００μＬ；
———实验室常备仪器及设备。
６．２．５ 分析步骤
６．２．５．１ 样品消化
准确称取０．２５ｇ（±０．０００１ｇ）干样于５０ｍＬ烧杯中，加几滴水湿润，加入２ｍＬ硝酸（见６．２．３．１），
盖上表面皿，于电热板上低温加热，待泡沫基本消失后，缓慢地加入１ｍＬ过氧化氢（见６．２．３．２），于
１６０℃～２００℃蒸至近干，分别补加０．５ｍＬ硝酸和过氧化氢，蒸至近干，再重复一次。用水洗净表面皿，
洗涤液并入消化液中，移去表面皿。继续蒸干后移到电炉上，约４５０℃加热至不溶物呈白色（除尽有机
物质），加入２ｍＬ盐酸（见６．２．３．３），于高温电热板上蒸干。取下冷却，加入１ｍＬ盐酸溶液（１＋１），于
电热板上微热浸取不溶物，全量转入５０ｍＬ量瓶中，加水至标线，混匀，制成样品消化溶液，同时制备分
析空白样品。
６．２．５．２ 样品的测定
样品的测定按以下步骤进行：
ａ） 量取１０．０ｍＬ样品消化液（见６．２．５．１）于电解池中，加入１００μＬ柠檬酸三铵溶液（见
６．２．３．４），混匀。用乙二胺（见６．２．３．５）调节ｐＨ值为８．２±０．２用精密ｐＨ试纸（见６．２．３．６）
检验；
ｂ） 接通仪器（测定前开机预热２０ｍｉｎ）。将三个电极插入电解池中，输入选定的仪器参数；
ｃ） 启动运转旋钮，待运转结束，记下峰电流值犐ｓ１；
ｄ） 加入１００μＬ铜标准使用溶液（见６．２．３．９），下同６．２．５．２．ｃ）操作，记下峰电流值犐ｓ２。
６．２．５．３ 空白的测定
按６．２．５．２步骤测定分析空白样品，并记下空白峰电流值犐ｂ１和添加铜标准溶液后的峰电流值犐ｂ２。
６．２．６ 记录与计算
将所测得的峰电流值记入表Ａ．７中，按式（４）计算样品中铜的含量：
狑Ｃｕ＝
犐ｓ１
犐ｓ２－犐ｓ１－
犐ｂ１
犐ｂ２－犐（）ｂ１
犞２ρＣｕ犞０
犞１犕
（４）!!!!!!!!!!!
式中：
狑Ｃｕ———生物体干样中铜的含量（质量分数，１０－６）；
犐ｓ１———样品消化液的峰电流值，单位为纳安（ｎＡ）、毫米（ｍｍ）或格；
犐ｓ２———样品消化液加入铜标准使用溶液后所得的峰电流值，单位为纳安（ｎＡ）、毫米（ｍｍ）或格；
犐ｂ１———分析空白的峰电流值，单位为纳安（ｎＡ）、毫米（ｍｍ）或格；
犐ｂ２———分析空白液添加铜标准使用液后的峰电流值，单位为纳安（ｎＡ）、毫米（ｍｍ）或格；
犞０———样品消化液的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
犞１———测定时量取样品消化液的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
２１
犞２———加入铜标准使用溶液的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
ρＣｕ———铜标准使用溶液的浓度，单位为微克每毫升（μｇ／ｍＬ）；
犕———样品的称样重量，单位为克（ｇ）。
６．２．７ 精密度和准确度
４个实验室测定同一生物样品（牡蛎），平均值为６５．３×１０－６，再现性相对标准偏差为１１％；测定铜
含量为１７．２×１０－６的标准物质时，相对误差平均为３．０％。
６．２．８ 注意事项
本方法执行中应注意如下事项：
———除非另作说明，本方法所用试剂均为分析纯，水为二次去离子水或等效纯水；
———消化液中有机物质应除尽，否则会导致铜的测定结果偏低，甚至出现不正常溶出峰；
———悬汞滴体积须一致；
———电解池的容积、几何形状及电极的位置应保持一致；
———悬汞滴表面或毛细管口上部不应有气泡；
———搅拌速率应恒定；
———电解时间、扫描速率、脉冲高度等均影响峰电流应严加控制，力求一致；
———毛细管沾污常会引起电流峰不重现，溶出曲线混乱或毛细管内汞线断开。毛细管不使用时，应
在空气中干燥贮存。毛细管在浸入新的溶液之前应先挤出一滴汞；
———所用玻璃器皿应用硝酸浸泡１ｄ以上，用二次去离子水反复洗净，再用无铜蒸馏水淋洗一遍。
精密微量移液管的吸头用同法浸泡及洗净后，于低温（低于６０℃）烘干，可反复使用；
———使用不同型号的极谱仪，应选择{zj0}仪器工作条件。
６．３ 火焰原子吸收分光光度法
６．３．１ 适用范围和应用领域
本法适用于海洋生物中铜的测定。
６．３．２ 方法原理
生物干样经硝酸过氧化氢消化，于３２４．７ｎｍ波长处直接进行火焰原子吸收分光光度测定。
６．３．３ 试剂及其配制
６．３．３．１ 过氧化氢（Ｈ２Ｏ２）：３０％。
６．３．３．２ 硝酸（ＨＮＯ３）：ρ＝１．４２ｇ／ｍＬ，优级纯。
６．３．３．３ 硝酸溶液（１＋９９）：１体积硝酸（见６．３．３．２）与９９体积水混合。
６．３．３．４ 铜标准贮备溶液（１．０００ｍｇ／ｍＬ）：见６．１．３．５。
６．３．３．５ 铜标准中间溶液（１００μｇ／ｍＬ）：量取１０．０ｍＬ铜标准贮备溶液（见６．３．３．４）于１００ｍＬ量瓶
中，加硝酸溶液（见６．３．３．３）至标线，混匀。
６．３．３．６ 铜标准使用溶液（１０．０μｇ／ｍＬ）：量取１０．０ｍＬ铜标准中间溶液（见６．３．３．５）于１００ｍＬ量瓶
中，加硝酸溶液（见６．３．３．３）至标线，混匀。
６．３．４ 仪器及设备
仪器和设备如下：
———火焰原子吸收分光光度计；
———铜空心阴极灯；
———空气压缩机；
———乙炔钢瓶；
———洁净工作台；
———实验室常备仪器及设备。
３１
６．３．５ 分析步骤
６．３．５．１ 绘制标准曲线
６．３．５．１．１ 移取０ｍＬ、０．４０ｍＬ、０．８０ｍＬ、１．２０ｍＬ、１．６０ｍＬ、２．００ｍＬ铜标准使用溶液（见６．３．３．６）
于１０ｍＬ具塞比色管中，加水至标线，混匀。按选定的仪器技术参数，用水调零，测定吸光值（犃ｉ）。
６．３．５．１．２ 将数据记入表Ａ．８中，以吸光值（犃ｉ－犃０）为纵坐标，相应的铜的浓度（μｇ／ｍＬ）为横坐标，
绘制标准曲线。
６．３．５．２ 样品的消化
６．３．５．２．１ 准确称取０．２ｇ（±０．０００１ｇ）干样于５０ｍＬ烧杯中，用几滴水湿润样品，加入２ｍＬ硝酸
（见６．３．３．２），盖上表面皿，于电热板上低温加热至泡沫基本消失。
６．３．５．２．２ 取下烧杯，缓慢地加入０．５ｍＬ过氧化氢（见６．３．３．１），盖上表面皿，于电热板１６０℃～
２００℃加热２ｍｉｎ左右。补加１ｍＬ过氧化氢（见６．３．３．１），继续加热并蒸至约１ｍＬ。
６．２．５．２．３ 再加１ｍＬ硝酸（见６．３．３．２），１．５ｍＬ过氧化氢（见６．３．３．１），盖上表面皿，于电热板
１６０℃～２００℃加热，并蒸发至约０．５ｍＬ。冷却后，全量转入１０ｍＬ具塞比色管中，加水至标线，混匀，
制得样品消化液，同时，制备分析空白样品。
６．３．５．３ 样品测定
按选定的仪器测定参数，用水调零，测定样品制备液的吸光值（犃ｓ）和分析空白样品吸光值（犃ｂ）。
以（犃ｓ－犃ｂ）值从标准曲线上查出相应的铜浓度（μｇ／ｍＬ）。
６．３．６ 记录与计算
将测得的数据记入表Ａ．９中，按式（５）计算生物样品的铜含量：
狑Ｃｕ＝ρＣｕ犞／犕（５）!!!!!!!!!!!!!!!!
式中：
狑Ｃｕ———生物体干样中铜的含量（质量分数，１０－６）；
ρＣｕ———从标准曲线上查得的铜的浓度，单位为微克每毫升（μｇ／ｍＬ）；
犞———样品制备液的体积，单位为毫升（ｍＬ）；
犕———样品称取量，单位为克（ｇ）。
６．３．７ 精密度和准确度
６个实验室测定同一生物样（牡蛎），再现性相对标准偏差为２．７％。
６．３．８ 注意事项
本方法执行中应注意如下事项：
———除非另有说明，本方法所用试剂均为分析纯，水为二次去离子水或等效纯水；
———试验用器皿用硝酸溶液（１＋３）浸泡２４ｈ以上，洗净，使用前用二次去离子水淋洗干净，并检查
空白是否合格；
———样品消化时，须始终盖上表面皿；
———不同型号的原子吸收分光光度计，须选定仪器{zj0}技术参数。
７ 铅
７．１ 无火焰原子吸收分光光度法
无火焰原子吸收分光光度法见６．１。
７．２ 阳极溶出伏安法
７．２．１ 适用范围和应用领域
本方法适用于海洋生物体中铅的测定。
７．２．２ 方法原理
生物干样经硝酸过氧化氢消化，在ｐＨ值为２．０～２．５的介质中，当对工作电极施加一定电压进行
４１
电解时，铅被还原并沉积在悬滴汞电极上形成铅汞齐。然后进行反向电压扫描，汞齐中的金属铅被氧
化溶出，其氧化电流与溶液中铅的浓度呈正比关系，以此进行定量测定。
７．２．３ 试剂及其配制
７．２．３．１ 硝酸（ＨＮＯ３）：ρ＝１．４２ｇ／ｍＬ，超纯。
７．２．３．２ 过氧化氢（Ｈ２Ｏ２）：３０％。
７．２．３．３ 盐酸（ＨＣｌ）：ρ＝１．１８ｇ／ｍＬ，超纯。
７．２．３．４ 氨水（ＮＨ４ＯＨ）：用ρ＝０．９０ｇ／ｍＬ的氨水经等温扩散法提纯。
７．２．３．５ 精密ｐＨ试纸：ｐＨ０．５～５．０。
７．２．３．６ 铅标准贮备溶液（１．０００ｍｇ／ｍＬ）：见６．１．３．５。
７．２．３．７ 铅标准中间溶液（１０．０μｇ／ｍＬ）：量取１．００ｍＬ铅标准贮备溶液（见７．２．３．６）于１００ｍＬ容量
瓶中，加入１ｍＬ盐酸（见７．２．３．３），加水至标线，混匀。
７．２．３．８ 铅标准使用溶液（１．００μｇ／ｍＬ）：量取１０．０ｍＬ铅标准中间溶液（见７．２．３．７）于１００ｍＬ容量
瓶中，加水至近１００ｍＬ，用氨水（见７．２．３．４）调节ｐＨ值为２．０～２．５，加水至标线，混匀。
７．２．４ 仪器及设备
仪器及设备见６．２．４。
７．２．５ 分析步骤
７．２．５．１ 样品消化
样品消化见６．２．５．１。
７．２．５．２ 样品的测定
７．２．５．２．１ 量取１０．０ｍＬ样品消化液于电解池中，用氨水（见７．２．３．４）调节ｐＨ值为２．０～２．５，并用
精密ｐＨ试纸（见７．２．３．５）检验。
７．２．５．２．２ 接通仪器（测定前开机预热２０ｍｉｎ）。将三个电极插入电解池中，输入选定的仪器技术
参数。
７．２．５．２．３ 启动仪器的运转旋钮，待运转结束后，记下峰电流值犐ｓ１。
７．２．５．２．４ 在原溶液中加１００μＬ铅标准使用溶液（见７．２．３．８），以下操作同７．２．５．２．３，记下峰电流
值犐ｓ２。
７．２．５．３ 空白的测定
按７．２．５．２步骤测定分析空白制备液的峰电流值犐ｂ１和添加铅标准后的峰电流值犐ｂ２。
